Sérums antivenimeux et immunothérapie

Les venins de serpent : composition et toxicité

Les envenimations ophidiennes constituent un véritable problème de santé publique dans le monde, tout particulièrement dans les pays tropicaux et subtropicaux, où l’incidence de la morbidité et de la mortalité associées aux morsures demeure élevée. Les données épidémiologiques, bien que fragmentaires, permettent d’estimer à plus de 5 millions le nombre de cas d'envenimations par an avec un taux de mortalité de 2,5 % (Chippaux, 1998). Les continents les plus touchés sont par ordre décroissant l’Asie (4 millions de cas), l’Afrique (1 million) et les Amériques (350000). La gravité d’une envenimation va dépendre de plusieurs facteurs :

le type d’appareil d’injection. Les serpents Vipéridés ont l’appareil d’injection le plus performant, permettant d’injecter le venin sous pression en infligeant une piqûre plutôt qu’une morsure.

la toxicité intrinsèque du venin, qui peut être estimée d’après la valeur de sa toxicité aiguë chez l’animal (DL50 ou dose qui tue 50% des animaux),
la quantité de venin injecté qui dépend de la taille du serpent et de l’état de réplétion des glandes,
le lieu d’injection,
l’âge et l’état de santé de la victime.

Composition

Les venins de serpent sont des mélanges complexes de protéines sécrétées par des glandes venimeuses qui dérivent de glandes salivaires labiales. Leur fonction première est de participer à l’immobilisation et/ou à la digestion de la proie. On peut distinguer deux types de composants dans les venins de serpent, les enzymes et les toxines. On trouve également des protéines douées d’activité pharmacologique et qui ne sont ni des enzymes, ni des toxines.

Les enzymes

Les enzymes de nature variées sont très nombreuses dans les venins de serpent. Parmi la trentaine d’activités enzymatiques détectées, la moitié d’entre elles est retrouvée dans tous les venins. Certaines enzymes peuvent exercer un effet toxique local : œdème, suffusions hémorragiques, nécroses. Parmi les enzymes retrouvées dans tous les venins, on distingue :

les hyaluronidases qui, en hydrolysant les liaisons glycosidiques de certains mucopolysaccharides du tissu conjonctif, facilitent la diffusion des autres composants toxiques du venin.

les protéases, endopeptidases et exopeptidases, dont l’action est souvent peu spécifique.

les phospholipases A2 qui hydrolysent les glycérophospholipides et la lécithine des membranes cellulaires et sont ainsi responsables de la lyse des globules rouges, lyse que l’on ne retrouve que rarement dans les envenimations humaines.

On trouve également des acétylcholinestérases, des amino-acide-oxydases, des phosphoestérases, des hydrolases, des nucléosidases, des ribonucléases.

Les enzymes agissant sur les facteurs de la coagulation sanguine et l'endothélium vasculaire ont une importance particulière. Ce sont pour la plupart des protéases à action procoagulante ou anticoagulante. Elles provoquent une incoagulabilité sanguine et sont présentes et actives surtout dans les venins de Viperidés. On peut citer :

les composants agissant sur les parois vasculaires ou hémorragines. Ces métalloprotéases Zinc-dépendantes hydrolysent certains éléments de la paroi vasculaire, entraînant des hémorragies locales spontanées, en nappe, persistantes si le sang est par ailleurs incoagulable ;
les composants agissant sur les cellules endothéliales des parois vasculaires qui provoquent la libération de certains effecteurs, prostaglandines ou activateurs de plasminogène.
les activateurs de la protéine C ;
les composants agissant sur l’activation de la prothrombine ou des facteurs V, VIII, X, XIII ;
les composants agissant sur le fibrinogène ;
les enzymes lysant la fibrine ;
les facteurs agissant sur les plaquettes (activateurs ou inhibiteurs de l’agrégation plaquettaire…).

Les toxines

Les effets toxiques des venins de serpent sont le résultat de l’action conjuguée des toxines qui les composent. Les toxines sont des polypeptides ou des protéines regroupées en plusieurs catégories selon leur constitution chimique ou leur action pharmacologique. Certaines sont communes à plusieurs espèces ou à plusieurs familles de serpents venimeux, sans toutefois être identiques, d’autres sont plus ou moins spécifiques d’une espèce particulière. Les toxines du système neuro-musculaire comprennent :


:arrow:les neurotoxines curarisantes (neurotoxines), dites toxines à trois doigts qui se fixent sélectivement sur les récepteurs post-synaptiques de l’acétylcholine. Elles sont caractéristiques des venins d’Elapidés et d’Hydrophidés. les neurotoxines présynaptiques (neurotoxines) constituées d’une à cinq chaînes polypeptidiques dont l’une au moins est une phospholipase A2. Ces toxines inhibent la libération d’acétylcholine.
:arrow:les cardiotoxines, présentes dans les venins de cobras, qui ont une structure à trois doigts comparable à celle des neurotoxines. Ces toxines induisent des nécroses cutanées.
:arrow:des toxines que l’on ne retrouve que dans certains genres, telles les sarafotoxines, molécules vaso-constrictrices des venins du genre Atractaspis, les dendrotoxines et fasciculines des venin de Dendroaspis, qui respectivement augmentent la libération d’acetylcholine et inhibent son métabolisme et enfin les myotoxines, petits polypeptides basiques des venins du genre Crotalus ou phospholipases A2 des venins de Vipéridés ou d’Elapidés.


Autres composants

Certains composants agissent sur certains mécanismes biologiques sans pour cela exercer une toxicité chez l’animal. On peut citer le facteur de stimulation de la croissance du nerf qui induit et accélère la différenciation des neurones sensoriels des ganglions sympathiques (Cohen et Levi-Montalcini, 1956), la convulxine, glycoprotéine capable d’activer les plaquettes sanguines (Marlas et coll., 1983, Francischetti et coll., 1997), la bothrojaracine, inhibiteur spécifique et puissant de la thrombine (Zingali et coll., 1993) et le TSV-PA, un activateur du plasminogène (Zang et coll., 1995).

Toxicité

A part quelques rares exemples, où la toxicité du venin peut être attribuée à une toxine, les venins de serpent comportent généralement plusieurs protéines toxiques qui peuvent agir en synergie et qui sont à l'origine de la toxicité globale du venin. La toxicité des venins de serpent est déterminée au moyen d'expériences réalisées in vivo chez l'animal. Ces mesures permettent d'obtenir une appréciation globale de la toxicité d'un venin brut, résultante de l'ensemble des activités de ses différents constituants. Les animaux utilisés au cours de cette étude sont principalement des souris, des rats ou des lapins. La voie d'administration de la toxine est variable (sous-cutanée, intradermique, intramusculaire, intrapéritonéale, intraveineuse ou intracisternale). Cependant, la voie intraveineuse caudale donne les résultats les plus homogènes et doit être retenue dans les mesures standardisées. En général, elle fournit aussi les valeurs toxiques les plus élevées c’est à dire les DL50 les plus faibles. Les conditions opératoires doivent être codifiées de façon stricte afin d’obtenir des données reproductibles et comparables (poids et âge identique, même souche d’animal testée, voie d’injection unique pour tous les animaux, injection lente, durée d’observation de 48 heures). Différentes méthodes statistiques permettent la détermination d’un intervalle de confiance (Reed et Muench (1938), Litchfield et Wilcoxon (1949), Spearman et Kärber (OMS, 1981)).

Du fait de la grande variété des effets pharmacologiques induits par les venins de serpents, l'OMS préconise de plus des déterminations in vivo de leur toxicité (activité défibrinisante, activité nécrosante, activité hémorragique ).

Plusieurs auteurs ont décrit l'existence d'une variation dans la symptomatologie de l'envenimation par des serpents appartenant à la même espèce (Chippaux et coll., 1991a). Ces variations intraspécifiques sont en général liées à la localisation géographique des individus (Jimenez Poras, 1964 ; Rael et coll., 1985). Cette variabilité d’origine génétique (Nkinin et coll., 1996b) mais dont l’expressivité serait liée au régime alimentaire (Daltry et coll., 1996) est à prendre en compte lors du processus d’immunisation de l’animal qui fournira le sérum antivenimeux. De nombreuses études ont montré que la toxicité du venin diminue avec l'âge du serpent alors que l'activité protéolytique augmente (Minton, 1967 ; Lomonte et coll., 1983 ; Mackessi, 1988). Cette observation peut être expliquée par le fait qu'un individu jeune, donc de petite taille, nécessite un venin puissant pour immobiliser sa proie alors qu'un adulte s'attaque plus volontiers à des proies de grande taille et nécessite de ce fait un venin dont l'activité protéolytique est plus élevée.


Fabrication des sérums antivenimeux et standardisation

Fabrication

Compte tenu de l’existence d’une variabilité génétique de la composition des venins de serpent de même espèce, il est nécessaire d’effectuer des immunisations en utilisant un mélange de venin provenant d’individus de localisation géographique variable. Le venin est obtenu soit par pression mécanique de la glande venimeuse ou par stimulation électrique des muscles striés entourant la glande.

Les sérums antivenimeux sont obtenus par l'hyperimmunisation graduelle d'animaux (chevaux, chèvre, mouton) avec un ou plusieurs venins médicalement importants provenant d'un pays ou d'une région géographique spécifique. Si un seul venin est utilisé pour l'immunisation, le sérum antivenimeux est dit monovalent, lorsque plusieurs venins sont utilisés, il est dit polyvalent. Du fait de la complexité de la composition des venins, un sérum polyvalent possède un pouvoir de neutralisation plus faible qu'un sérum monovalent dont on peut notablement diminuer la dose administrée, ce qui réduit le risque de réactions secondaires. Généralement, les cliniciens préfèrent utiliser des sérums polyvalents, d'une part car les symptômes cliniques sont rarement révélateurs d'une espèce et que d'autre part, la discussion concernant le choix d'un sérum antivenimeux monovalent peut retarder le traitement.

L'immunisation de l'animal au moyen d'un venin non modifié permet d'obtenir des sérums plus efficaces car les venins désactivés sont généralement immunologiquement moins actifs. Cependant, certains venins très toxiques nécessitent la préparation d'un toxoïde obtenu par complexation du venin avec la formaline ou avec d'autres aldéhydes tels que le glutaraldéhyde. Il est également possible de détoxifier le venin par action de radiations ionisantes. Le venin, détoxifié ou non, est ensuite associé à un adjuvant (adjuvant de Freund, bentonite, gel d'hydroxyde d'aluminium, alginate de sodium) qui a pour effet d'une part de diminuer la toxicité du venin en limitant la diffusion de celui-ci à partir du point d'injection et d'autre part qui permet une stimulation intense du système immunitaire. Le protocole d'immunisation dépend de la toxicité et de l'immunogénicité du venin, de l'espèce animale utilisée pour l'immunisation, de la réponse de l'animal et de son état de santé. L'étape d'hyperimmunisation est très délicate à réaliser, car elle nécessite un ajustement permanent entre la quantité de venin injectée et le niveau d'anticorps produits par l'animal (10 à 50 injections durant une période de 15 mois peuvent être nécessaires pour obtenir une bonne immunisation de l'animal). Les animaux reçoivent en moyenne 2 à 3 injections de rappel par mois, à une semaine d'intervalle et leur sang est prélevé quelques jours après chaque injection.

Les sérums d’animaux hyperimmunisés ne sont plus utilisés à l’état brut. Des améliorations successives ont été apportées à la préparation des sérums antivenimeux pour obtenir une plus grande efficacité et une meilleure tolérance. Les immunoglobulines sont traitées par protéolyse ménagée. L'immunoglobuline G (IgG) est une protéine volumineuse de masse molaire égale à environ 150 kDa, qui se compose de deux fragments Fab thermostables porteurs de la spécificité immunologique (Fab = fragment antigen binding) et d'un fragment Fc thermolabile réagissant avec le complément. Une digestion par la pepsine libère le fragment F(ab’)2, de masse molaire moyenne de 90 kDa et porteurs de deux sites de fixation de l'antigène, comme l'immunoglobuline native. Un traitement par la papaïne sépare le fragment Fc des fragments Fab individualisés, de masse molaire moyenne de 50 kDa et porteurs, chacun, d'une seule valence de fixation de l'antigène : ces caractéristiques confèrent aux fragments Fab des propriétés biologiques différentes, par rapport à l'anticorps d'origine ou au fragment F(ab’)2. Les sérums antivenimeux actuels sont généralement des F(ab’)2. En pratique, le protocole de purification peut être ainsi schématisé :

Digestion du plasma ou du sérum par la pepsine à pH acide.
Précipitation par le sulfate d'ammonium à 15 ou 20%.
Coagulation des Fc par la chaleur (F(ab')2 thermostables) et décomplémentation (57-58°C).
Refroidissement rapide à 40°.
Elimination des protéines dénaturées par centrifugation ou filtration.
Précipitation sélective des immunoglobulines par le sulfate d'ammonium à 55% de saturation.
Elimination du sulfate d’ammonium par dialyse.
Elimination des lipides par adsorption sur hydroxyde d'aluminium.

Le produit obtenu subit alors divers contrôles avant le conditionnement final :

contrôles bactériologiques par ensemencement de milieux de culture appropriés
contrôles toxicologiques par inoculation chez l'animal pour vérifier l'absencede pyrogène
contrôles immunologiques pour mesurer l'efficacité protectrice.

La composition en anticorps d'un sérum antivenimeux peut être vérifiée en effectuant un Western blot, après migration électrophorétique du venin. Le sérum doit réagir avec toutes les bandes protéiques du venin séparées selon leur poids moléculaire.

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Standardisation

La standardisation des sérums antivenimeux comprend la vérification de leur pouvoir neutralisant, de leur spécificité et de la conservation de ces qualités au cours du temps.

L'étude du pouvoir neutralisant in vivo mesure la diminution de l'activité biologique ou du pouvoir létal du venin injecté chez l'animal (lapins, rats ou souris). Des mélanges venin/sérum en proportions variables sont préparés et administrés après incubation à 37°C aux animaux d'épreuve. Une concentration fixe de venin (en général 3 à 10 DL50) est incubée pendant 30 min en présence de concentrations variables de sérum antivenimeux. On détermine la quantité de sérum susceptible de neutraliser la quantité de venin injectée et la séroprotection est alors exprimée en dose efficace qui réduit de 50% la létalité du venin (DE50).

Afin de mimer les conditions réelles du traitement de l'envenimation par la sérothérapie, certains auteurs ont proposé d'injecter le venin par voie sous-cutanée puis après différents intervalles de temps, le sérum est injecté par voie intraveineuse (Guttierez et coll., 1985; 1987; Ownby et coll., 1986). Cependant, lorsque l'on veut standardiser le pouvoir neutralisant d'un sérum antivenimeux, les expériences de préincubation sérum/venin sont le plus souvent utilisées, car dans ce cas, les résultats ne dépendent pas de la pharmacocinétique du venin et du sérum antivenimeux mais plutôt de la concentration et de la capacité neutralisante des anticorps présents dans le sérum.

Plusieurs méthodes in vitro sont recommandées pour déterminer le pouvoir neutralisant d'un sérum antivenimeux (OMS, 1981; Guttierez et coll., 1990). La neutralisation du pouvoir hémolytique d'un venin, testée sur des érythrocytes humains, de mouton ou de lapin, semble corréler la neutralisation du pouvoir létal chez la souris (Guttierez et coll., 1988; Al Abdulla et coll., 1991). La neutralisation de l'activité fibrinolytique est mesurée sur des plaques de fibrine (obtenues par coagulation d'un plasma frais). Il serait également nécessaire, dès lors que de nombreuses toxines de venin ont été purifiées et étudiées, de tester la capacité du sérum à neutraliser chaque toxine séparément. Ce type d'expériences a déjà été réalisé pour quelques neurotoxines, myotoxines ou toxines hémorragiques et devraient être développé dans l'avenir.

L'utilisation de méthodes ELISA peut être une alternative intéressante aux tests de neutralisation in vivo. Pour ce test, des plaques de microtitration sont revêtues avec les venins utilisés pour la préparation des sérums antivenimeux. Ces derniers sont incubés à des concentrations variables sur la plaque et la présence de complexes antigène-anticorps est révélée par un anticorps conjugué à une enzyme dirigé contre les immunoglobulines de l'espèce animale ayant été utilisée pour la préparation du sérum. L'intensité de la réaction colorée (densité optique) obtenue en présence du substrat de l'enzyme a été comparée aux DE50 mesurée chez la souris dans le cadre d'une étude réalisée par Reid et Theakston (1978). Une bonne corrélation a été obtenue. Cependant, il faut souligner qu’il existe une différence entre la révélation des complexes antigène-anticorps et la neutralisation de la toxicité du venin. En effet, certaines protéines peuvent être des antigènes puissants et ne pas être toxiques alors que certaines toxines peuvent être faiblement antigéniques, ce qui limite de ce fait l'interprétation des tests ELISA vis à vis du pouvoir réellement neutralisant du sérum antivenimeux. C'est pourquoi, Rungswonge et Ratanabanangkoon (1991) ont suggéré d'utiliser pour le test ELISA non plus le venin total, mais la fraction toxique voire la toxine principale du venin, ce qui permet de quantifier les anticorps directement dirigés contre ces protéines. Dans ce cas, les auteurs ont obtenu une corrélation élevée entre la neutralisation du pouvoir létal et la densité optique mesurée par ELISA (r=0,95) alors qu'elle était plus faible lorsque le venin total était utilisé pour le test ELISA (r=0,82).

Paraspécificité

La notion de paraspécificité rend compte de l’existence de protections croisées conférées par des sérums développés contre des venins de serpent de différentes espèces.

Vérification du pouvoir neutralisant

Des épreuves d'immunodiffusion ainsi que des tests ELISA ont montré que des antigènes semblables peuvent être retrouvés dans les venins de diverses espèces de serpent. Il a été ainsi mis en évidence que le sérum antivenimeux dirigé contre le venin de Notechis réagit avec les venins de Crotalus adamanteus, de Crotalus durissus terrificus, d'Agkistrodon piscivorus, d'Agkistrodon rhodostoma, de Bothrops asper et de Cerastes cerastes (OMS, 1981). Cependant, l’existence de réactions croisées n’est pas forcément corrélée avec une protection croisée. En effet, la protection croisée s'observe plus fréquemment dans le cas d'espèces étroitement apparentées. Le sérum antivenimeux dirigé contre le venin de Crotalus atrox neutralise les venins de 5 serpents à sonnette mais est sans action sur le venin de Crotalus durissus terrificus car ce dernier est caractérisé par la présence d'une neurotoxine létale absente du venin de C. atrox. Une neutralisation croisée très importante est observée dans le cas des venins des cobras d'Asie et d'Afrique, mais il est à noter que le venin de Naja nigricollis fait exception. Compte-tenu de ces observations, il est donc nécessaire de vérifier l’existence d’une paraspécificité pour chaque sérum antivenimeux produit.

Conservation

La stabilité des fragments d’immunoglobulines est bonne sous réserve de respecter quelques précautions. Sous forme liquide, les sérums doivent être conservés au réfrigérateur à +4°C, ce qui est parfois malaisé en période estivale ou en zone tropicale. Toutefois, ils restent stables à température ambiante, pourvu qu'ils soient à l'abri de la lumière pendant plusieurs semaines (Goyffon M. : 1985 ; Rojas et coll., 1990). Lorsqu'ils sont conservés dans des conditions correctes, les fragments d’immunoglobulines gardent intactes leurs propriétés au moins cinq ans sous forme liquide et davantage sous forme lyophilisée.

IV - L’immunothérapie antivenimeuse, seul traitement spécifique des envenimations

1) Les paramètres nécessaires pour une administration optimale :

L’immunothérapie antivenimeuse est administrée depuis plus d’un siècle mais demeure empirique en l’absence de données cliniques et expérimentales qui pourraient fonder une utilisation plus rationnelle. En effet, pour que ce traitement soit le plus efficace possible en minimisant au maximum les risques, le clinicien doit prendre en compte un certain nombre de paramètres qui conditionnent une prise en charge adéquate du patient envenimé :

la spécificité du sérum antivenimeux ;
le degré de sévérité de l'envenimation qui conditionne la dose de sérum injecté ;
le devenir du venin dans l'organisme en absence et en présence des anticorps du sérum antivenimeux qui conditionne le mode d'administration de ce sérum (délai optimal après l'envenimation, voie d'injection, type de fragments d'anticorps à injecter..).

Spécificité de la sérothérapie

L'identification de l'espèce responsable de l'envenimation est un problème majeur lors de l'étude clinique des morsures de serpent, car dans la plupart des cas, les victimes n'amènent pas le serpent à l'hôpital ou n'ont pas vu le serpent. Dans le doute, on aura recours à un sérum polyvalent dirigé contre les principales espèces venimeuses connues dans la zone géographique où se situe l’accident d’envenimation. Cependant, dans certains pays, seuls des sérums monovalents sont disponibles et le choix du sérum adéquat est rendu très difficile du fait de la similarité des symptômes cliniques après morsure par des espèces différentes. Plusieurs techniques ont été mises au point afin de permettre une identification rapide de l'espèce responsable. Les plus utilisées sont les techniques ELISA ou l’agglutination de particules de latex revêtues d’immunoglobulines anti-venin (Cox et coll., 1992 ; Chinonavanig et coll., 1991 ; pour revue, Selvanayagam et Gopalakrishnakone, 1999).

Détermination de la sévérité de l’envenimation

Afin de neutraliser le venin, les anticorps du sérum antivenimeux doivent interagir avec tous les antigènes de venin présents dans l'organisme. Pour que cette neutralisation soit totale, il est nécessaire de connaître la quantité de venin présente dans l'organisme, élément qui permet également d'évaluer la gravité de l'envenimation. Dans les pays tropicaux, la quantité de sérum injectée au cours du traitement d'une envenimation ophidienne demeure très souvent empirique. Les signes cliniques observés après envenimation sont révélateurs de la gravité et peuvent orienter rapidement le clinicien vers un traitement approprié. Cependant, certains signes cliniques sont d'évolution lente, telles les hémorragies observées après envenimation par Echis coloratus ou l’œdème dans le cas des envenimations vipérines (Chippaux et Goyffon, 1991a ; Audebert et coll., 1992). La quantification précoce du venin présent dans l'organisme est donc un élément important pour l'établissement d'une sérothérapie adéquate. Les techniques ELISA sont les mieux adaptées pour le dosage du venin dans les échantillons biologiques. Ces techniques peuvent être réalisées suffisamment rapidement pour permettre un diagnostic précoce de l'envenimation (Audebert et coll. ,1992 ; 1993). Le test de détection développé pour le venin de Vipera aspis par Audebert et coll. (1992 ; 1993) est réalisable en 3 heures. Il est spécifique, sensible et permet la détection de concentrations de venin comprises entre 1 et 100 ng/ml. Une excellente corrélation a été mise en évidence entre la quantité de venin présente dans les liquides biologiques et la sévérité clinique de l'envenimation.

Pharmacocinétique du venin et des anticorps du sérum antivenimeux

L'analyse de la diffusion du venin dans l'organisme ainsi que celle de l'effet de la sérothérapie sur sa répartition devrait permettre une approche plus rationnelle du traitement des envenimations.

Des études toxicocinétiques expérimentales ont été réalisées chez l’animal pour plusieurs venins de serpent et ont permis de déterminer un certain nombre de paramètres dont l’analyse est importante dans la compréhension du mécanisme d’action du venin (Audebert et coll., 1994 ; Twin et coll., 1988 ; Ismail et coll., 1996 ; 1998). Ces études montrent que la distribution des composants du venin est rapide (0,2 à 0,5 h) et que leur demi-vie d’élimination est lente (10 à 40 h). Après administration par voie extravasculaire, le venin apparaît en quelques minutes dans le sang. La fraction de venin résorbée à partir du site d’injection varie en fonction de la nature du venin. Elle est de 65% dans le cas du venin de Vipera aspis et de 90% dans le cas du venin de Walterinnesia aegyptia (Audebert et coll., 1994 ; Ismail et coll., 1998).

Les paramètres pharmacocinétiques des anticorps des sérums antivenimeux ont été également étudiés chez l’animal. Après administration intraveineuse, les IgG ont un volume de distribution égal à celui du compartiment vasculaire alors que les F(ab’)2 et les Fab se distribuent dans l’espace extravasculaire. Les IgG et les F(ab’)2 ont une demi-vie d’élimination longue (40 à 100 h) alors qu’elle est de 10 h pour les Fab. Une faible portion des anticorps injectés par voie extravasculaire atteint le compartiment vasculaire.

La détermination des paramètres pharmacocinétiques des venins et des sérums antivenimeux fait apparaître un certain nombre de différences. Lorsqu’ils sont administrés par voie intramusculaire, de façon à mimer l’envenimation accidentelle chez l’homme, les venins ont en général une demi-vie et un volume de distribution plus élevés que les IgG et les F(ab')2. Cependant, leur demi-vie d’élimination est longue et se rapproche de celle des IgG et F(ab') 2. Ces différences pourraient avoir des conséquences sur l’efficacité thérapeutique de certaines préparations d’anticorps. Par ailleurs, l’efficacité des différents types de sérums antivenimeux dépend également de leur mode de neutralisation in vivo .

Le mode d'action in vivo de la sérothérapie antivenimeuse a été déterminé dans le cas du traitement de l’envenimation expérimentale par le venin de Vipera aspis par le sérum antivenimeux (Rivière et coll., 1997). Il s’agit d’un phénomène dynamique qui comporte d’abord une immunocomplexation des antigènes de venin par les anticorps du sérum antivenimeux dans le compartiment vasculaire, processus qui provoque à son tour un déplacement des composants du venin des tissus vers le compartiment vasculaire. Les paramètres nécessaires à une meilleure administration de la sérothérapie antivenimeuse (dose minimale effectrice, délai optimal d'administration du sérum antivenimeux après l'envenimation, voie d'administration, type de fragments à utiliser) ont également été précisés (Rivière et coll., 1997). Les conclusions de cette étude montrent que pour être efficace dans le cas d’une envenimation vipérine, une quantité minimale neutralisante de sérum antivenimeux doit être injectée par voie intraveineuse sous forme de F(ab’)2 dans les heures qui suivent l’envenimation. Une moindre efficacité d'une injection unique de fragments de type Fab est observée. En effet, bien qu’une immunocomplexation totale du venin soit obtenue rapidement, celle-ci n’est que de courte durée puisque dans l’heure qui suit, des concentrations plasmatiques toxiques de venin sont de nouveau détectées par ELISA. Compte-tenu de leur courte demi-vie, les Fab ont une action de courte durée alors que le venin de Vipera aspis est éliminé lentement. Ces résultats expérimentaux sont en bon accord avec les observations des cliniciens qui ont constaté la réapparition de symptômes d’envenimation causés par des serpents différents (Crotalidés nord-américains, Vipéridés africains et asiatiques), quelques heures après l’administration de Fab (Ariaratnam et coll., 1999, Karlson-Stiber et coll., 1997, Dart et coll., 1997). La récurrence des signes cliniques de l’envenimation est d’ailleurs en bonne corrélation avec la réapparition de venin libre dans le sang des patients.

Mise en oeuvre et indications

Mise en œuvre

Le SAV représente la seule médication spécifique capable de neutraliser directement l'action des toxines présentes dans les venins : le principe de son utilisation n'est guère contestable, et un récent colloque sur le traitement des envenimations a dégagé un consensus sur cette prise de position (Bon et Goyffon, 1996). En revanche, l'optimisation de son utilisation offre matière à discussion : des problèmes subsistent, tels que le choix du SAV lorsque plusieurs présentations sont disponibles, le délai au-delà duquel la sérothérapie peut paraître inappropriée, la voie d'administration, l'existence éventuelle de contre-indications, la possibilité de réactions adverses qu'il faudra s'attacher à prévenir (Chippaux et Goyffon, 1991b).

Indications

La décision d'utiliser un SAV prendra en compte les circonstances de la morsure, le délai écoulé après la morsure, la symptomatologie, l'environnement médical, en particulier l'accessibilité à une unité de soins intensifs. En Europe, le SAV s'impose chez l'enfant lorsque l'envenimation est certaine et chez l'adulte lorsqu'elle est sévère ou accompagnée de signes hématologiques. Dans les régions tropicales, l'indication sera plus large, notamment chez l'enfant et la femme enceinte. Les éleveurs de serpents représentent un cas particulier: ils connaissent bien leurs animaux, et l'identification du serpent est assurée; mais d'autre part, ils sont mordus par surprise, par un animal en phase particulière d'agressivité, en sorte que les morsures sont potentiellement graves. En outre, certains d'entre eux sont des polymordus (morsures dites "illégitimes") et sont ainsi exposés à des réactions de sensibilisation, au venin ou au SAV (Goyffon et Chippaux, 1984). Sauf contre-indication avérée, la sérothérapie sera systématique en cas de morsure illégitime, consécutive à la manipulation d'un serpent venimeux.

Les signes physiques, en particulier l'œdème après morsure de vipère ou de crotale, surviennent progressivement au cours de la première heure de l'envenimation (Blaylock, 1983; Reid et Theakston, 1984; Goyffon et Chippaux, 1990), et leur précocité est en général signe de gravité. Il faut savoir les rechercher: ils permettent le choix du SAV et déterminent la posologie (Chippaux et Goyffon, 1991a). Le SAV apparaît maintenant, pour beaucoup, un traitement global de l'envenimation et non plus seulement comme un antidote des effets létaux du venin : Homma et Tu (1970), Russell (1980), Reid (1980), Gutierrez et al. (1981), Garfin et al. (1985) ont montré l'effet protecteur du SAV sur le développement des complications locales. Thomas et al. (1995) ont mis en évidence l'effet bénéfique préventif des thromboses par le SAV dans l'envenimation par Bothrops lanceolatus. Stahel et al. (1985) ainsi que Thomas et al. (1996b) ont observé une réduction du temps d'hospitalisation chez les sujets soumis à une sérothérapie. Cette conception conduit à élargir les indications du SAV, et modifie les conditions d'utilisation sur deux points importants, la voie d'administration et la posologie.

En zone tropicale (Chippaux et Bessy, 1980) comme en France (Sorkine et Bon, 1995; Sorkine et al., 1996), il apparaît qu'un nombre élevé de morsures, 30 à 50%, ne sont pas suivies de signes d'envenimation (morsures dites "sèches", ou "blanches"). Si après une mise en observation de trois heures, aucune manifestation clinique n'apparaît, la sérothérapie n'a pas d'indication véritable (Chippaux et Goyffon, 1991b). Les échelles ou scores de gravité établies par différents auteurs visent à préciser et à faciliter l'indication d'une sérothérapie (Audebert et al., 1994a; Thomas et al., 1995; Dart et al., 1997)

Le choix du SAV est fonction des stocks disponibles et du tableau clinique. Un SAV monovalent est préférable lorsque le serpent est identifié, mais n'est pas toujours accessible. Le SAV polyvalent sera utilisé dans les autres circonstances, serpent non identifié ou seule présentation disponible. Le SAV polyvalent offre en général une meilleure paraspécificité que le SAV monovalent, et sera plus facilement utilisé à ce titre, lorsque l'envenimation est due à une espèce proche de celle qui a servi à préparer le SAV.

Administration

Les principaux problèmes soulevés se rapportent au délai, à la voie d'administration et à la posologie (Chippaux, 1996).

le délai : il est admis que l'immunothérapie, une fois son indication posée, est d'autant plus efficace qu'elle est précoce. Cependant, un long délai entre la morsure et la mise en route du traitement ne doit pas conduire à l'exclure. On a vu que dans certains cas, les anticorps antitoxines sont susceptibles de déstabiliser la liaison toxine-récepteur cellulaire (Boulain et Ménez, 1982). Dans d'autres cas, les signes cliniques n'apparaissent eux-mêmes qu'assez tardivement, comme les hémorragies consécutives aux morsures d'Echis ocellatus (= carinatus), dues à une action prothrombinique et défibrinante du venin puissante mais lente à se manifester. Des guérisons sans séquelles de patients envenimés par des vipéridés et traités avec retard ont été rapportées (Chapman, 1968; Russell, 1980; Reid et Theakston, 1984). Il n'est pas possible de fixer une limite de temps au-delà de laquelle la sérothérapie n'est plus active sur l'envenimation, mais la posologie doit tenir compte du retard dans sa mise en œuvre et être adaptée en fonction de l'état clinique (Chippaux, 1996).
la voie d'administration : compte tenu d'une diffusion potentiellement plus rapide des toxines dont la masse molaire est généralement inférieure à celle des anticorps neutralisants, la voie veineuse est actuellement recommandée par la plupart des auteurs. Le plus souvent, le SAV est administré en perfusion lente, dilué au dixième ou au cinquième dans une solution isotonique (Russell, 1980; Reid et Theakston, 1984). L'injection directe, lente, permet de réduire de plus de moitié les quantités injectées (Sreeharan et Ganeshamoorthy, 1985). La voie veineuse a pour autre avantage de permettre de mieux contrôler l'apparition d'effets secondaires immédiats ou précoces (Warrell et al., 1986). A défaut de la voie veineuse, on pourra avoir recours à la voie intramusculaire, moins efficace et qui n'évite pas les effets secondaires (Doucet, 1975). De plus, en cas de réaction d'intolérance, le SAV continue à être résorbé, alors qu'on peut stopper immédiatement une administration par voie intraveineuse, quelles qu'en soient les modalités. L'injection par voie sous-cutanée autour du site de morsure est à proscrire: elle est douloureuse, inefficace, et bien souvent le site de morsure ne se prête pas à une telle injection sauf à induire des complications locales (Chippaux, 1982). En France, les SAV disponibles n'ont l'AMM (autorisation de mise sur le marché) que pour une administration par voie intramusculaire ou sous-cutanée, ce qu'on peut regretter. Ils sont en passe de l'obtenir pour la voie veineuse ou l'ont déjà eue.
la posologie : elle est fondée sur l'évolution clinique, le délai de mise en route de la sérothérapie, la diagnose du serpent responsable de l'envenimation, le titre du SAV, l'environnement médical. Faute de disposer de manière courante de l'évaluation de la quantité de venin circulante ("veninémie"), on cherchera à se situer en excès d'anticorps pour éliminer toute toxine libre. Les échelles de gravité clinique pourront servir non seulement à poser l'indication d'une sérothérapie, mais aussi à en adapter au mieux la posologie (Bucher et al., 1996). Des doses de 100 à 150 ml administrées en une journée ont été préconisées (Reid et Theakston, 1984). On s'oriente actuellement vers des posologies plus modestes (Chippaux, 1992; Bon et Goyffon, 1996). Les doses initiales seront de l'ordre de 20 à 60 ml par jour, selon la gravité du tableau clinique, à renouveler le ou les jours suivants en fonction de l'état du malade. Les morsures par Echis sp. qui sont suivies d'un état d'incoagulabilité prolongée en l'absence de thérapeutique spécifique, imposeront la sérothérapie tant que le bilan de coagulation restera perturbé. De toute façon, la posologie doit être adaptée à la quantité de venin inoculée, évaluée biologiquement (Theakston et Reid, 1979; Khin-Ohn-Lwin et al., 1984; Sjostrom et al., 1996) ou cliniquement (Rousselot et al., 1991; Chippaux, 1992; Barrau et al., 1995; Thomas et al., 1996b; Sorkine et al., 1996), ou encore à la capacité moyenne glandulaire du serpent, et non au poids corporel du sujet envenimé (Winson, 1976; Chippaux, 1992)

Effets secondaires

Les réactions secondaires observées au cours de l’immunothérapie sont dues à l'administration de protéines étrangères (hypersensibilité de type I), à la sensibilisation préalable du patient au sérum de cheval (d'hypersensibilité de type III ou IV selon le délai d’apparition) ou à la présence de complexes immuns difficilement éliminés par l'organisme. Ces réactions sont en général bénignes, surtout les réactions d'hypersensibilité de type I, mais elles peuvent parfois avoir un caractère brutal (anaphylaxie).

Les réactions précoces apparaissent soit chez des sujets sensibilisés, ayant reçu antérieurement une immunothérapie antivenimeuse ou antitoxinique (sérum antitétanique, par exemple), ou encore chez des sujets vierges de toute immunothérapie antérieure. Dans le premier cas, on parlera de réaction anaphylactique, dans le second de réaction anaphylactoïde (David, 1987). La présence d'une forte proportion de fragments Fc, dépourvus d'activité anticorps mais activant le complément, peut entraîner un choc anaphylactoïde, quand ce dernier n'est pas induit par le venin lui-même (Pugh et coll., 1987)

Les réactions tardives sont plus mal connues que les précédentes. Les anticorps hétérologues du SAV demandent environ trois semaines pour être éliminés de l'organisme qui, pendant ce temps, produit ses propres anticorps dirigés contre l’ensemble des antigènes circulants (venins et anticorps hétérologues). Dans certains cas, des complexes précipitants vont se former rapidement, d'où le nom de "maladie du neuvième jour" donné parfois à cette réaction tardive encore connue sous le nom de maladie sérique ou maladie des complexes immuns (You, 1983). Les complexes précipitants vont se déposer au niveau de l'intima des petits vaisseaux et provoquer une série de symptômes variés habituellement modérés, principalement fièvre, urticaire, adénopathies, arthralgies, néphropathie avec protéinurie. Les formes sévères, une glomérulopathie avec neuropathie, sont exceptionnelles. L'évolution est en règle bénigne, se faisant vers la guérison spontanée en deux à quatre jours. Le traitement est en général inutile. Si les symptômes sont accentués, on peut recourir aux corticoïdes ou aux anti-histaminiques. Cependant ce type d'accident, comme le précédent, constitue une contre-indication à une immunothérapie ultérieure.

L'incidence des réactions secondaires, quelles qu'en soient la nature et l'intensité, est estimée de façon variée et serait inférieure à 5% des personnes traitées par le SAV (Chippaux et Goyffon, 1991). Un récent essai clinique effectué avec un F(ab’)2 administré par voie veineuse a montré que l'incidence des effets secondaires graves était inférieure à 1% (Chippaux et coll., 1997). On considère généralement que la valeur prédictive des tests cutanés ou conjonctivaux n'est pas satisfaisante (Malasit, 1986). Par ailleurs, un test positif ne dispense pas d'une immunothérapie si l'état clinique du malade la justifie. Aussi ces tests tendent-ils à être abandonnés.

Conclusions

Des estimations chiffrent à environ cinq millions le nombre de cas d'envenimations par morsure de serpent dans le monde entraînant de 30 000 à 40 000 décès. Le seul traitement spécifique est l'administration d'anticorps neutralisants le plus souvent présentés sous forme de fragments F(ab')2, plus diffusibles dans l'organisme et mieux tolérés que les immunoglobulines d'origine. L'intérêt des fragments Fab, de masse molaire plus faible, est en cours d'évaluation, en raison de leurs caractéristiques pharmacocinétiques différentes. Compte tenu de la purification des sérums, desquels sont éliminées entre autres protéines indésirables l'albumine et le complément, on ne devrait plus parler de sérothérapie mais d'immunothérapie. Les progrès les plus récents portent sur les possibilités, grâce aux tests ELISA, d'ajuster avec précision les volumes de SAV à administrer. Bien d'autres progrès restent à accomplir, dans le choix des antigènes, dans l'utilisation de fragments d'anticorps neutralisants, dans la connaissance des cinétiques de diffusion des venins et du SAV. En pays tropical, les problèmes liés à la conservation du SAV et au coût de l'immunothérapie ne sont pas résolus.

Les éventuels effets secondaires de l'immunothérapie ne doivent pas inciter à renoncer à cette thérapeutique ni à en retarder la mise en route. La posologie dépend de l'espèce venimeuse en cause, de l'état de la victime et de l'évolution clinique. Des doses élevées peuvent être nécessaires, et le délai séparant la morsure de l'administration du SAV n'est pas un motif d'abstention. La voie veineuse est la plus logique, la plus efficace, la mieux contrôlée. Enfin, une évaluation plus précise des populations à risque conduirait sans doute à rechercher des mesures préventives et, pourquoi pas, à reconsidérer l'intérêt d'une immunoprophylaxie.
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Bibliographie

Al Abdulla I. H., Sidki A. et Landon J. (1991) An indirect hemolytic assay for assessing antivenoms. Toxicon 29, 1043-1046.

Ariaratnam C. A., Meyer W. P., Pereira G., Eddleston M., Kuleratne S. A. M., Attapattu W., Sheriff R., Richards A. M., Theakston R. D. G. et Warrell D. A. (1999) A new monospecific ovine fragment antivenom for treatment of envenoming by the Sri Lankan Russell’s viper (Dabioa russelli russelli): a preliminary dose-finding and pharmacokinetic study. Am. J. Trop. Med. Hyg. 61, 259-265.

Audebert F., Urtizberea M., Sabouraud A., Scherrmann J. M. et Bon C. (1994) Pharmacokinetics of Vipera aspis venom after experimental envenomation in rabbits. J. Pharm. Ex. Ther 268 : 1512-1517.

Audebert, F., Grosselet, O., Sabouraud, A. et Bon, C. (1993) Quantitation of venom antigens from European vipers in human serum or urine by ELISA. J. Anal. Toxicol. 17, 236-240.

Audebert F., Sorkine M. et Bon C. (1992) Envenoming by viper bites in France: clinical gradation and biological quantification by ELISA. Toxicon 30, 599-609.

Barrau P., Hufnagel G., Poitrineau Y., Deffond I., Viallard M. S. et Fontanella J. M. (1995) Sérothérapie intra-veineuse dans une morsure grave de vipère européenne. Rev. SAMU 3, 1-4.

Blaylock R. S. (1983) Time of onset of clinical envenomation following snakebite. S. Afr. med. J. 64, 357-360.

Bon C. et Goyffon M. (1996) Envenomings and their treatments. 1 vol., Fond. Marcel Mérieux, Lyon, 343 p.

Boulain J. C. et Ménez A. (1982) Neurotoxin-specific immunoglobulins accelerate dissociation of the neurotoxin-acetylcholine receptor complex. Science 217, 732-733.

Bucher B., Canonge D., Thomas L., Tyburn B., Robbe-Vincent A., Choumet V., Bon C., Ketterlé J. and the Research Group on snake bites in Martinique (1996) Correlation between clinical indicators of severity and serum levels of venom in patients bitten by Bothrops lanceolatus in Martinique. Trans. R. Soc. trop. Med. Hyg. 91, 186-190.

Brygoo E. R. (1985) La découverte de la sérothérapie antivenimeuse en 1884, Phisalix et Bertrand ou Calmette? Bull. Soc. Anc. Elèves Inst. Past. 4, 10-22.

Chapman D. S. (1968) The symptomatology, pathology and treatment of the bites of venomous snake of Central and Southern Africa. In : Venomous animals (W. Bucherl, E. Buckley and V. Deulofeu) Academic Press, New York, vol. 1, 463-527.

Chinonavanig L., Karnchanachetanee C., Pongsettakul P. et Ratanabanangkoon K. (1991) Diagnosis of snake venoms by a reverse latex agglutination test. Clin. Toxicol. 29, 493-503.

Chippaux J. P. (1982) Complications locales des morsures de serpent. Méd. Trop. 42, 177-183.

Chippaux J. P. (1992) Les morsures de serpents en Afrique intertropicale. Cahiers Santé 2, 221-234.

Chippaux J. P. (1996) La sérothérapie antivenimeuse en Afrique, cent ans après Calmette. Méd. Afrique Noire 43, 45-49.

Chippaux J. P. et Bressy C. (1980) L'endémie ophidienne des plantations en Côte d'Ivoire. Bull. Soc. Path. exot. 74, 45-49.

Chippaux J. P., Goyffon M. (1991b) La sérothérapie antivenimeuse : ses applications, ses limites, son avenir. Bull. Soc. Path. exot. 84, 286-297.

Chippaux J. P., Goyffon M. (1991c) Production and use of snake antivenin. In Reptile venoms and toxins (AT Tu) M Dekker Inc, New York, vol 5, pp 529-555.

Chippaux J. P., Lang J., Amaddi Eddine S., Fagot P., Rage V., Le Mener V. et VAO Investigators (1997) Clinical safety and efficacy of a polyvalent F(ab')2 equine antivenom in 223 African snake envenomations : a field trial in Cameroon. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 92: 657-662.

Chippaux J.-P., Williams, V. et White, J. (1991a) Snake venom variability : Methods of study, results and interpretation. Toxicon, 29, 1279-1303.

Chippaux J.-P. (1998) Snake-bites : appraisal of the global situation. Bull. WHO 76, 515-524.

Cohen S. et Levi-Montalcini R. (1956) A nerve growth stimulating factor isolated from snake venom. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 42, 571-574.

Cox J. C., Moisidis A. V., Shepherd J. M., Drane D. P. et Jones S. L. (1992) A novel format for a rapid sandwich EIA and its application to the identification of snake venoms. J. Imunol. Methods 146, 213-218.

Daltry J. C., Würster W. et Thorpe R. S. (1996) Diet and snake venom evolution. Nature 379, 533-536.

Dart R. C., Seifert S. A., Carroll L., Clark R. F., Hall E., Boyer-Hassen L. V., Curry S. C., Kitchens C. S.et Garcia R. A.(1997) Affinity-purified, mixed monospecific crotalid antivenom ovine Fab for the treatment of crotalid venom poisoning. Ann Emerg Med 30, 33-39.

David B. (1988) Mécanismes immuno-pathologiques liés à l'allergie. Rev Techn Biol 1, 6-20.

Doucet J. (1975) Au sujet du traitement des morsures de serpent. Conc. méd. 97, 4395-4396.

Francischetti I.M.B., Saliou B., Leduc M., Carlini C.R., Hatmi M., Randon J., Faili, A. et Bon, C. (1997) Convulxin, a potent platelet-aggregating protein from Crotalus durissus terrificus venom, specifically binds to platelets. Toxicon 35, 1217-1228.

Garfin S. R., Castiliona R. R., Mubarak S. J., Hargens A. R., Akeson W. H. et Russell F. E. (1985) The effect of antivenin on intramuscular pressure elevations induced by rattlesnake venom. Toxicon 23, 677-680.

Goyffon M. Données non publiées. 1985

Goyffon M. et Chippaux J. P. (1984) Animaux venimeux exotiques et sérums antivenimeux en France. J. Toxicol. méd. 4, 123-129.

Goyffon M. et Chippaux J. P. (1990) Animaux venimeux terrestres. Encycl. méd. chir., Intoxications, Paris, 16078 A10,
14 p.

Gutierrez J. M., Avila C., Rojas E. et Cerdas L. (1988) An alternative in vitro method for testing the potency of the polyvalent antivenom produced in Costa Rica. Toxicon 26, 411-413.

Gutierrez J. M., Chaves F., Bolanos R., Cerdas L., Rojas E., Arroyo o. et Portilla E. (1981) Neutralzacion de los efectos locales del veneno de (Bothrops asper) por un antiveneno polivalente. Toxicon 19, 493-500.

Guttierez J. M., Gené J. A., et Cerdas L. (1987) Ability of a polyvalent antivenom to neutralize the venom of Lachesis muta melanocephala, a new Costa Rican suspecies of the bushmaster.Toxicon 25, 713-720.

Guttierez J. M., Gené J. A., Rojas G. et Cerdas L. (1985) Neutralization of proteolytic and hemorrhagic activities of Costa Rican snake venoms by a polyvalent antivenom.Toxicon 23, 887-893.

Guttierez J. M., Rojas G., Lomonte B., Gené J. A., Chaves F., Alavarado J. et Rojas E. (1990) Standardization of assays for testing the neutralizing ability of antivenoms.Toxicon 28, 1127-1129.

Homma M. et Tu A. T. (1970) Antivenin for the treatment of local tissue damage due to envenomation by Southern Asian snakes. Am. J. trop. Med. Hyg. 19, 880-884.

Ismail M., Abd-Elsalam M. A. et Al-Ahaidib M. S. (1998) Pharmacokinetics of 125I-labelled Walterinnesia aegyptia venom and its specific antivenins : flash absorption and distribution of the venom and its toxin versus slow absorption and distribution of IgG, F(ab)’2 and F(ab) of the antivenin. Toxicon 36, 93-114.

Ismail M., Aly M. H. M., Abd-Elsalam M. A. et Morad A. M. (1996) A three-compartment open pharmacokinetic model can explain variable toxicities of cobra venoms and their alpha toxins. Toxicon 34, 1011-1026.

Karlson-Stiber C., Persson H., Heath A., Smith D., Al-Abdulla I. H. et Sjöström L. (1997) First clinical experiences with specific sheep Fab fragments in snake bite. Report of a multicenter study of Vipera berus envenoming. J. Int. Med. 241, 53-58.

Khin-Ohn-Lwin, Aye-Aye-Myint, Tun-Pe, Theinge-Nve et Min-Naing (1984) Russell's viper venom levels in serum of snake bite victims in Burma. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 78, 165-167.

Litchfield J. T. et Wilcoxon F. (1949) A simplified method of evaluating dose-effect experiment.J. Pharmacol. Exp. Ther. 96, 99-113.

Lomonte B., Gene J. A., Guttierez J. M. et Cerdas L. (1983) Comparative study of venoms of newborn and adult rattlesnakes (Crotalus durissus durissus). Toxicon 21, 379-384.

Mackessi S. P. (1993) Fibrinogenolytic proteases from the venoms of juvenile and adult northern Pacific rattlesnakes (Crotalus viridis oreganus). Comparative Biochemistry & Physiology - B: Comparative Biochemistry. 106, 181-9.

Malasit P., Warrel D. A., Chanthavanich P., Viravan C., Mongkolsapaya J., Singhthong B. et Supich C. (1986) Prediction, prevention, and mechanism of early (anaphylactic) antivenom reactions in victims of snake bites. Brit. Med. J. 292, 17-20.

Marlas G., Joseph D. et Huet C. (1983) I- Isolation and electron microscope studies of a potent platelet-aggregating glycoprotein from the venom of Crotalus durissus cascavella. II- Subunit structure of a potent platelet-aggregating glycoprotein from the venom of Crotalus durissus cascavella. Biochimie 65, 405-416.

Minton S. A. (1987) in Animal Toxins, pp 211-222, Russell, F. E. et Saunders, P. R., eds., Pergamon Press, Oxford.

Nkinin S. W., Chippaux J. P., Piétin D., Doljanski Y., Trémeau O. et Ménez A. (1997) L'origine génétique de la variabilité des venins: impact sur la préparation des sérums antivenimeux. Bull. Soc. Path. Exot. 90, 277-281.

OMS (1981) Caractérisation des venins et standardisation des sérums antivenimeux: progrès réalisés. OMS Offset Publ., n°58, Genève, pp. 49.

Ownby C., Colberg T. R. et Odell G. V. (1986) In vivo ability of antimyotoxin a serum plus polyvalent (Crotalidae) antivenom to neutralize prairie rattlesnake (Crotalus viridis viridis) venom. Toxicon 24, 197-200.

Pugh R. N. H. et Theakston R. D. G. (1987) Antivenom reactions and complement depletion in snakebite. Ann. Trop. Med. Parasitol. 81, 73-75.

Reed L. J. et Muench H. (1938) A simple method of estimating fifty per cent endpoints. Am. J. Hyg. 27, 493-497.

Reid H. A. (1980) Antivenoms reaction and efficacy. Lancet 1, 1436-1439.

Reid H. A. et Theakston R. D. G. (1978) Proceedings of the 3rd Symposium on Animal, Plant and Microbial Toxins 14, 98, Habermehl, G. et Mebs, D. eds., THD Schrreihe Wiss. Technik.

Reid H. A. et Theakston R. D. G. (1984) Les morsures de serpent. Bull. OMS 62, 27-38.

Rivière G., Choumet V., Audebert F., Sabouraud A., Debray M., Scherrmann J. M. et Bon C. (1997) Effect of antivenom on venom pharmacokinetics in experimentally envenomed rabbits : toward an optimization of antivenom therapy. J. Pharm. Exp. Ther. 281, 1-8.

Rivière G., Choumet V., Saliou B., Debray M. et Bon C. (1998) Absorption and elimination of viper venom after antivenom administration. J. Pharm. Exp. Ther. 285, 490-495.

Rojas G., Espinoza M., Lomonte B. et Gutierrez J. M. (1990) Effect of storage temperature on the stability of the liquid polyvalent antivenom produced in Costa Rica. Toxicon 28, 101-105.

Rousselot J. M., Berthier J. C., Rozé J. C., Floret D. et Vidailhet M. (1991) Envenimation vipérine grave. À propos de 7 observations pédiatriques. Arch. franç. Pédiatr. 48, 589-592.

Rungsiwongse, J. et Ratanabanangkoon, K (1991) Developemnt of an ELISA to assess the potency of horse therapeutic antivenom aginst Thai cobra. J. Immunol. Methods 136, 37-43.

Russell, F. E. (1980) Snake Venom Poisoning. 1 vol., J. B. Lippincot, Philadelphie, USA.

Selvanayagam, Z. E. et Gopalakrisnhakone, P. (1999) Test for detection of snake venoms, toxins and venom antibodies: review on recent trends (1987-1997). Toxicon 37, 565-586.

Sjostrom L., Karlson-Stiber C., Persson H., Al-Abdulla I. H. et Smith D. C. (1996) Development and clinical application of immunoassays for European adder (Vipera berus) venom and antivenom. Toxicon 34, 91-98.

Sorkine M., Audebert F. et Bon C. (1996) Clinical and biological evaluation of viper bites in France. In : Envenomings and their treatments (C. Bon and M. Goyffon), op. cité, 77-82.

Sorkine M. et Bon C. (1995) Envenimations par vipères françaises. In : Réanimation des intoxications aiguës (F. Baud), Masson, Paris, 244-250.

Sreeharan N. et Ganeshamoorthy J. (1985) Management of envenomised snake bites with low dose antivenom. Toxicon 23, 625-626.

Stahel E. R., Wellauer R. et Freyvogel T. A. (1985) Vergiftungen durch einheimische Vipern (Vipera berus und Vipera aspis). Schweiz. med. Wschr. 115, 890-896.

Theakston, R. D. G. et Reid H. A. (1979) Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) in assessing antivenom potency. Toxicon 17, 511-515.

Thomas L., Ketterlé J., Lang J., Tyburn B., Rieux D., Biao T. et le Groupe de Recherche sur la morsure de serpent en Martinique (1996). La morsure de serpent (Bothrops lanceolatus) en Martinique : effets de la perfusion précoce d'un sérum antivenimeux F(ab')2 spécifique sur l'évolution de l'envenimation. In : Perspectives en réanimation : les envenimations (F. Abroug) Arnette-Blackwell, Paris, 103-114.

Thomas L., Tyburn B., Bucher B., Pécout F., Ketterlé J., Rieux D., Smadja D., Garnier D., Plumelle Y. and the Research Group on snake bites in envenoming in Martinique (1995) Prevention of thromboses in human patients with Bothrops lanceolatus envenoming in Martinique : failure of anticoagulants and efficacy of a monospecific antivenom. Am. J. trop. Med. Hyg. 52, 419-426.

Thomas L., Tyburn B., Lang J. et Ketterlé J. (1996b) Early infusion of a purified monospecific F(ab')2 antivenom serum for Bothrops lanceolatus bites in Martinique. Lancet 347, p. 406.

Thwin M. M., Mee K. M., Kyin M. M. et Than T. (1988) Kinetics of envenomation with Russell’s viper (Vipera russelli) venom and of antivenom use in mice. Toxicon 1988 ; 26 : 373-378.

Warrell D. A., Looareesuwan S., Theakston R. D. G., Phillips R. E., Chanthavanich P., Virivan C., Supanaranond W., Karbwang J., Ho M., Hutton R. A. et Vejcho S. (1986) Randomised comparative trial of three monospecific antivenoms for bites by the Malayan pit viper (Calloselasma rhodostoma) in Southern Thailand : clinical and laboratory correlations. Am. J. trop. Med. Hyg. 35, 1235-1247.

Winson C. (1976) Control of antivenom treatment in Echis carinatus (Carpet viper) poisoning. Trans. Roy. Soc. trop. Med. Hyg. 70 : 85-87.

You B. , Moneret-Vautrin D. A et, Grilliat J. P. (1983) Données actuelles sur la maladie sérique. La vascularite iatrogène bénigne. Conc. Méd. 105, 4851-4861.

Zhang Y., Wisner A., Xiong Y. et Bon, C. (1995) A novel plasminogen activator from snake venom: purification, characterization and molecular cloning. J. Biol. Chem. 270, 10246-10255.

Zingali R., Jandrot-Perrus M., Guillin M. C. et Bon, C. (1993) Bothrojaracin, a new thrombin inhibitor isolated from Bothrops jararaca venom: characterization and mechanism of thrombin inhibition. Biochemistry, 32, 10794-10802.